Флуоресцентная микроскопия. Тест «живое и мертвое» (life and dead assay) (Liu et al., 2000, Лямзаев 2007) проводили путем прижизненного окрашивания гепатоцитов ядерными красителями Hoechst 33342 (Sigma, США; р-р в концентрации 20 мкг/мл на среде МЗ в течение 15 мин) (A. Lang, 1995; J. N. Harada, 2005) и йодистым пропидием (Sigma, США; р-р в концентрации 20 мкг/мл на среде МЗ в течение 25 мин), для разделения гепатоцитов на группы, основываясь на критериях - состояние плазматической мембраны и ядра с целью выявления апоптоз/некрозного соотношения гепатоцитов (Е. О. Данченко, 1999; А. А. Чиркин, 1999; T. Patel, 1995, К. Г. Лямзаев, 2007). Использовался флуоресцентный микроскоп «Axioscope» («Karl Zeiss», Германия) с применением блока фильтров «Голубая» при длине волны ?500-550 и 600-700. Проводился подсчет фрагментированных ядер в расчете на 300 клеток.

, 2004, M. Busk, 2005; T. Joseph, 2006). Для морфометрических исследований через двое суток культивирования покровные стекла фиксировали в абсолютном ацетоне и хранили при 20(C. Индекс пролиферации (ИП) культур определяли отношением А/Б, где А- численность клеток в культуре после окончания времени инкубации; Б – исходная численность клеток в момент посева культур. С помощью МТТ-теста - (Sigma, США) выявляли потенциальную жизнеспособность клеточных культур определяли по величине оптической плотности формазана на фотометре («MultiScan MCC340, Labsystems») при длине волны ?570нм (М. Ю. Еропкин, 2000).

Электронная микроскопия. Электронномикроскопическое исследование проводилось для оценки объемной плотности (мкм?/мкм?/%), поверхностной плотности (мкм2 /мкм3) и численной плотности (мкм0/мкм3) митохондрий, хроматина, ГЭС, АЭС, ядрышка, липидов, лизосом, гликогена гепатоцитов. Анализировали 50 полей зрения паренхимы печени, произвольно отснятых при просмотре материала в электронном микроскопе при увеличении 3000–20000. Объемную, поверхностную и численную плотность изучаемых структур проводили на электроннограммах с использованием встроенной программы «UTHSCSA ImageTool 3.0». Количественные параметры оценивали на единицу площади (100мкм2) паренхимы печени. Образцы печени животных фиксировали в 4% растворе параформа на 0,1М фосфатном буфере (рН 7,4) с добавлением сахарозы (5%). После фиксации материал заключали в парафин, готовили срезы толщиной 10мкм, окрашивали 0,1% толуидиновым синим. Далее образцы печени дофиксировали в 1% растворе четырехокиси осмия и заливали в смесь эпон-аралдит. Ультратонкие срезы контрастировали уранилацетатом, цитратом свинца. Просмотр и фотографирование ультратонких срезов производили на электронном микроскопе «Hitachi-600H» (Япония).

, 2005). Активность каспазы-3 (CPP-32) проводили с помощью коммерческого набора «Caspase-3 Assay Kit» «Sigma» на спектрофотометре «Platr Reader Star-30 KENSTAR» в мкм/мг белка. Свободную активность кислой фосфатазы (КФ 3.1.3.2) определяли спектрофотометрически в цитозольной фракции по скорости гидролиза n-нитрофенилфосфата/г/мин (Merck, Германия) (R. Maciejewski, 2001). Содержание ионов определяли ионоселективным методом в цитозольной фракции с помощью прибора «EasyLyte Calcium» в 100 мкл субстрата, выражали в миллиэквивалент/литр и в ммоль/л. Концентрацию белка определяли модифицированным методом Лоури (С. Н. Лызлова, и др., 1997).

Статистическая обработка полученного материала осуществлена с помощью пакета прикладных программ «STATISTICA-5» (О. Ю. Реброва, 2002). За критический уровень значимости принимали р=0,05. Определяли статистические характеристики изучаемых параметров: средняя квадратическая, медиана, дисперсия. Выявляли критерий согласия ?2 Пирсона, равенство дисперсий ? (Фишера-Снедекора) согласно которым определяли возможность применения параметрических и непараметрических методов анализа характера различий между независимыми выборками (критерий Манн-Уитни, Стьюдента, однородности Вилкоксона-U, Лапласа-Z, ?2 Пирсона). Для выявления степени сопряженности исследуемых показателей, межвидовых различий применялся корреляционный анализ Пирсона (r), Mann-Whitney тест, многофакторный дисперсный анализ MANOVА.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ОБСУЖДЕНИЕ ПОЛУЧЕННЫХ ДАННЫХ

Реактивность и пластичность печени на органном уровне

Печень рыб, амфибий, рептилий и птиц представляет собой железу трубчатого строения. Однако у птиц отмечается формирование коротких трабекул из гепатоцитов в два ряда, подобно млекопитающим. Пигментные клетки выявлены у всех изучаемых животных, за исключением млекопитающих. По всей видимости, у млекопитающих система детоксикации гепатоцитов более совершенна и не требует дополнительного участия пигментных клеток и меланомакрофагальных центров, как это выявлено у других групп животных. Соединительнотканная строма печени лучше (окраска Ван-Гизон) развита у млекопитающих. За счет слабо развитой стромы органа опорную функцию у рыб, амфибий и рептилий выполняют межклеточные контакты и коллагеновые волокна в пространстве Диссе.

У интактных животных внутренний диаметр резистентного звена ацинуса – артериолы больше в группе эндотермных животных. Прослеживается тенденция к увеличению диаметра артериолы от рыб к млекопитающим, с разницей между показателями более чем в два раза. Внутренний диаметр емкостного звена интактных животных – венулы, центральной вены, лимфатических сосудов различен: наибольший диаметр венулы и центральной вены выявлен у амфибий, наименьший диаметр венулы у рыб и млекопитающих, с разницей между показателями в три раза. Диаметр центральной вены группы рыбы/птицы, а так же рептилии/млекопитающие одинаков. В последней паре диаметр центральных вен больше. Разница между наибольшим и наименьшим показателем диаметра центральных вен составляет только 35%. Диаметр лимфатических сосудов так же, как и артериолы, больше у эндотермных животных с тенденцией увеличения просвета от рыб к млекопитающим. Как и у артериол, наибольший показатель диаметра лимфатических сосудов в два раза превышает наименьший. Бoльший просвет желчного протока выявлен в группе рептилий и птиц. Разница между наибольшим и наименьшим показателями составляет 37% в сравнительном ряду.

У всех видов животных прослеживается порто-венулярный градиент в размерах ядер гепатоцитов, и самые крупные локализованы в области центральных вен. Объем ядер гепатоцитов интактных животных в области портального тракта и центральных вен проявляется в распределении от большего к меньшему: амфибии ? рыбы ? рептилии ? птицы и млекопитающие. В центролобулярной зоне распределение несколько изменяется: амфибии ? рептилии ? рыбы ? млекопитающие ? птицы. В среднем по трем зонам у амфибий объем ядер на 29% больше, чем у рыб, на 33% - чем у рептилий, на 47% - чем у млекопитающих и на 59% - чем у птиц.

После гипертермии у рыб, амфибий и рептилий выявляется значимое уменьшение диаметра артериолы. Диаметр венулы у амфибий, птиц и млекопитающих увеличивается, а у рептилий сужается. Диаметр центральной вены уменьшается у амфибий и рептилий, увеличивается у птиц. Расширение терминального звена микроциркуляторного русла обеспечивает усиление оттока крови из ацинуса, минимизируя негативный эффект гипоксии и аутоинтоксикации. Диаметр лимфатического сосуда увеличивается у рептилий, птиц и млекопитающих, сужается у рыб. Расширение лимфатического сосуда отражает интенсивный процесс транскапиллярного обмена и может быть связано с мобилизацией внеклеточной воды за счет компенсаторного перераспределения интерстициальной жидкости и с активацией уровня метаболизма, дренажно-иммунологической функцией и лимфообращения в печени, выравниванием ионного баланса между внутриклеточным и внеклеточным пространством (Ю. И. Бородин, 2000; А. А. Веренинов, 2004; И. Ю. Ищенко, 2005; А. Ю. Цибулевский, 2005). Гипертермия через час после воздействия вызывает уменьшение массы тела у рыб на 8%, у птиц - на 4% и у млекопитающих - на 14%.

Значимые изменения внутреннего диаметра желчного протока выявлены у рептилий и птиц. Но морфометрические изменения носят разнонаправленный характер: если у рептилий отмечается сужение, то у птиц, наоборот, расширение просвета. Диаметр синусоидов ацинуса проявляет зонально-дифференцированную реакцию - у рыб увеличивается просвет синусоидных капилляров только в области портального тракта, у амфибий только в области центральных вен. У рептилий увеличение просвета синусоидных капилляров затрагивает перипортальную и перивенулярную зону, у птиц область портального тракта и центролобулярной зоны.

После гипертермии у рыб в перипортальной зоне объем ядер гепатоцитов уменьшается (87,0±1,6 и 64,4±5,0*), а объем цитоплазмы увеличивается (582,0±1,2 и 1250,1±15,6*). У гепатоцитов центролобулярной зоны оба показателя увеличиваются (82,4±6,0 и 98,9±14,0*/634,2±1,8 и 799,2±18,9*), а в перивенулярной уменьшаются (157,3±4,0 и 99,4±6,0*/1211,0±2,3 и 694,3±22,3*). Средние значения объема ядер у рыб в трех зонах уменьшаются на 20%, а объем цитоплазмы напротив, увеличиваются на 54%. У амфибий уменьшается объем ядер в перивенулярной зоне ацинуса (238,8±0,3 и 177,0±0,9х), объем цитоплазмы увеличивается в перипортальной и центролобулярной, а в перивенулярной зоне уменьшается. В среднем у амфибий уменьшение объёма цитоплазмы гепатоцитов происходит на 33% (1597,3±13,2 и 1070,3±16,8х). У рептилий отмечается уменьшение объема ядер (124,6±1,5 и 91,8±2,4*) и цитоплазмы (1133,7±2,9 и 835,5±20,1*) в перивенулярной зоне и в центролобулярной (91,8±1,2 и 77,9±1,3*/835,4±5,4 и 708,2±28,5*). В среднем объем ядер и цитоплазмы уменьшается на 17%. Объем ядер гепатоцитов птиц (65,4±0,3 и 96,9±0,4*) и цитоплазмы (188,9±8,7 и 248,6±19,9*) увеличивается в области центральных вен и в области портального тракта (36,0±0,2 и 61,5±0,3*/98,2±1,2 и 162,8±25,3*). В среднем у птиц объем ядер гепатоцитов увеличивается на 36%, цитоплазмы на 32%. В группе млекопитающих объем ядер и цитоплазмы увеличивается в перипортальной (36,0±0,2 и 82,4±0,9*/100,2±1,0 и 306,2±2,1*) и в центролобулярной (63,4±0,2 и 107,4±0,8*/167,2±1,2 и 384,6±1,8*) зоне ацинуса, тогда как в перивенулярной уменьшается (113,0±0,3 и 77,9±1,0*/353,5±2,6 и 289,5±2,2*). В среднем увеличение объема ядер гепатоцитов у млекопитающих происходит на 26%, цитоплазмы на 64%. Порто-венулярный градиент в распределении размеров ядер сохраняется только у рептилий и рыб.

Реактивность и пластичность печени на тканевом/межтканевом уровне

Выявлены особенности в стромально-паренхимных соотношениях клеточных типов печени и соотношениях полиплоидизации/пролиферации гепатоцитов. Так, в контроле у млекопитающих, рыб и рептилий двуядерные гепатоциты распределены равномерно в пределах ацинуса. У амфибий распределение двуядерных форм гепатоцитов характеризуется венуло-портальным, а у птиц порто-венулярным градиентом. По трем зонам общий процент двуядерных гепатоцитов у рыб, рептилий и птиц составляет 10%, у амфибий – 12%. Самая большая доля двуядерных гепатоцитов выявлена у млекопитающих – 24%. Отличительной особенностью рептилий является наличие как у контрольных, так и у экспериментальных животных 4-х ядерных гепатоцитов.

Наибольшее количество PCNA-позитивных гепатоцитов интактных животных выявлено в печени птиц – 11%, у рыб – 5%, у других групп животных 4%. Локализация данной популяции гепатоцитов в пространстве ацинуса у всех животных характеризуется порто-венулярным градиентом. Исключение составляет группа птиц, где количество PCNA-позитивных гепатоцитов во всех зонах ацинуса одинаково (рис. 1).

У интактных животных пероксидазо-позитивные клетки Купфера распределены равномерно в пределах ацинуса у амфибий и млекопитающих. Преобладание органоспецифичных макрофагов наблюдается в перипортальной зоне у рыб, рептилий и птиц. Десмин-позитивные клетки Ито рыб распределены равномерно в пределах ацинуса, у амфибий и млекопитающих более всего десмин-позитивных клеток Ито выявлено в области центральных вен, у рептилий в центролобулярной зоне, у птиц как в центролобулярной зоне, так и области центральных вен (рис. 1).

У рыб, рептилий, птиц и млекопитающих доля хехст-позитивных гепатоцитов от общего количества погибших гепатоцитов составляет 62-70%. Самое большое количество погибших гепатоцитов с апоптическим фенотипом - у птиц. У амфибий выявлена обратная тенденция. Примерно одинаковое апоптоз/некрозное соотношение выявлено у птиц (2,3), рептилий (2,1) и млекопитающих (2), у рыб 1,7 и у амфибий 0,6.

После гипертермии снижение количества живых гепатоцитов в перивенулярной зоне выявлено у всех групп животных, а также в центролобулярной зоне у амфибий и млекопитающих, в перипортальной у рептилий, птиц и млекопитающих. В отличие от других животных, в центролобулярной области печени рептилий наблюдается увеличение количества живых гепатоцитов, по всей видимости, за счет увеличения двуядерных форм. Увеличение количества двуядерных гепатоцитов обеспечивает закладку зон потенциальных источников будущего клона одноядерных гепатоцитов в области портального тракта (рис. 1) у амфибий, птиц; в центролобулярной - у амфибий, рептилий; в перивенулярной зоне - у рептилий и рыб (И. В. Урываева, 2001; Г. А. Сакута, 2005; S. Gupta, 2000). Так, если в контроле двуядерные гепатоциты были равномерно распределены по зонам ацинуса у рыб и млекопитающих, то после гипертермии равномерное распределение сохраняется только у млекопитающих. У амфибий и птиц распределение проявляет венуло-портальный градиент, у рыб и рептилий распределение меняется на порто-венулярный. В среднем по трем зонам количество двуядерных гепатоцитов после гипертермии у рыб составляет 14%, у амфибий 20%, рептилий 16%, у птиц 22% и у млекопитающих 22%.

После перегревания соответствует контрольным показателям количество PCNA-позитивных гепатоцитов у рептилий и птиц; у рыб и амфибий оно уменьшается в перипортальной зоне, отражая ингибирование процессов полиплоидизации. У амфибий PCNA-позитивные гепатоциты в области центральных вен вообще не выявляются, но в центролобулярной зоне их количество увеличивается. Млекопитающие - это единственная группа, у которой во всех зонах ацинуса количество PCNA-позитивных гепатоцитов увеличивается до 28% (рис. 1). Чтобы предотвратить повреждающее действие последствий гипертермии на структуру ДНК (соответственно и генов) в эволюции у животных сформировались механизмы, которые ограничивают быстрое увеличение количества тетраплоидных гепатоцитов как по пути формирования двуядерных, так и по пути полиплоидизации одноядерных форм клеток (S. P. Otto, 2007). Кроме того, тетраплоидные клетки имеют тенденцию к активации p53, что, в свою очередь, ведет к развитию блока клеточного цикла в G1-стадии, и, в конечном счете, к активации апоптоза, что выявлено нами у всех групп животных (N. J. Ganem, 2007). Потребность в PCNA (факторов процессивности PCNA-зависимых ДНК-полимераз), который обнаружен у всех организмов, по всей видимости, возрастает в условиях теплового стресса отражая не только активацию пролиферативных процессов, но и деструктивных, связанных с повреждением ДНК и активацией различных ПКГ (M. G. Jeschke, et al, 2001; R. M. Douglas, 2003; J. Frampton, 2006). Увеличение количества PCNA-позитивных гепатоцитов так же может быть индуцировано синтезом клетками Ито рядом важных цитокинов, что подтверждается выявленным увеличением количества у всех животных данной популяции стромальных клеток печени (C. Schmidt, et al., 2004, 2006; P. L. Andersen, 2008 J. G. Aparicio, et al., 2004; J. Frampton, 2006).

Выявленное нами в эксперименте дифференцированное снижение активности оксидоредуктаз цикла Кребса, по всей видимости, сопряжено с активацией полиплоидизации гепатоцитов по пути формирования двуядерных форм у всех групп животных, за исключением млекопитающих. Источником двуядерных гепатоцитов, вероятно, могли стать резервные гепатоциты, готовые к митозу, и гепатоциты, находящиеся в фазе синтеза ДНК к моменту начала эксперимента и, следовательно, способные вступать в митоз (В. А. Шкурупий, 1989; Г. Г. Автандилов, 2001, 2004). Увеличение количества двуядерных гепатоцитов может быть компенсаторной реакцией для восстановления межклеточных контактов с клетками Ито, а следовательно, ингибирования их активации и трансформации в миофибробласты. В то же время полиплоидизация одноядерных гепатоцитов на фоне снижения пролиферации в группе млекопитающих является защитным механизмом от метаболических последствий, связанных с действием гипертермии. У амфибий отмечается активация как процессов пролиферации, так и полиплоидизации (Сакута Г.А., 2005).

Увеличение количества погибших гепатоцитов и количества двуядерных и PCNA-позитивных гепатоцитов во всех зонах ацинуса у млекопитающих сопряжены, по-всей видимости, с аутокринной активацией. В группе рыб выявлена зональная сопряженность между увеличением количества погибших и двуядерных форм гепатоцитов в области центральных вен. У амфибий в центролобулярной зоне на фоне увеличения погибших гепатоцитов увеличивается количество как двуядерных, так и PCNA-позитивных гепатоцитов. У птиц в области портального тракта сопряжено увеличение количество погибших гепатоцитов и двуядерных форм, а у рептилий таковой зоной является перивенулярная. У млекопитающих увеличение количества погибших гепатоцитов положительно коррелирует с увеличением количества PCNA-позитивных гепатоцитов.

2000, 2003). У амфибий, рептилий, птиц и млекопитающих отмечается увеличение количества пероксидазо-позитивных клеток Купфера в области портального тракта. В то же время у млекопитающих количество органоспецифичных макрофагов увеличивается так же и в зоне центральных вен. Следовательно, выявленный в контроле у птиц и рептилий порто-венулярный градиент в распределении пероксидазо-позитивных клеток Купфера меняется на венуло-портальный, у амфибий, млекопитающих и рыб органоспецифичные макрофаги распределяются равномерно по зонам ацинуса (рис. 1).

Динамика количества и топографии десмин-позитивных клеток Ито после

Перипортальная зона

Центролобулярная зона

Перивенулярная зона

Рис. 1. Динамика соотношения стромально-паренхимных клеточных типов печени в норме и после гипертермии (при р?0,05). ДГ – двуядерные гепатоциты, К – контроль, П – перегревание, PCNAПГ – PCNA-позитивные гепатоциты, КК – клетки Купфера, КИ – клетки Ито.

Рис. 2. Динамики цитокоммуникаций в пределах зон ацинуса (при r ?0,7).

, 2009). Причиной активации клеток Ито может служить прекращение мембранного контакта с гепатоцитами, выброс поврежденными гепатоцитами «раневых гормонов» и АФК. В свою очередь, активированные клетки Ито паракринно определяют активацию клеток Купфера; последние обладают стимулирующей активностью в отношении клеток Ито для удаления клеточного детрита и реконструкции межклеточного вещества (S. K. Meurer, 2005; A. M. Figueiredo-Fernandes, 2006).

2004; O. Kohji, 2007).

Нельзя исключить, что активация стромальных типов клеток печени обеспечивает выявленные переключения стратегий метаболизма после действия гипертермии. В частности, известно, что увеличение продукции ИЛ-6 ингибирует активность ключевых ферментов глюконеогенеза в печени, а ФНО обладает антилиполитическим действием. Следовательно, синтез стромальными цитотипами цитокинов пара- и аутокринного действия во многом способствуют метаболическим сдвигам с дальнейшей реализацией либо толератной, либо резистентной стратегии метаболизма (В. И. Кулинский, 1992).

Реактивность и пластичность печени на клеточном уровне (гепатоциты)

ядер гепатоцитов выявлена у интактных животных в группе амфибий и млекопитающих. Вторую группу образуют рыбы и рептилии, третью птицы. Но, согласно анализу MANОVA, значимых отличий в интегральной оптической плотности между второй и первой группой животных не выявлено. Согласно интегральной оптической плотности декондесированной фракции ДНК (эухроматин) в первую группу можно отнести амфибий (рис. 4), во вторую - млекопитающих (рис. 7), в третью - рыб (рис. 3) и рептилий (рис. 5) и в четвертую - птиц (рис. 6). Уровень оптической плотности конденсированной фракции уменьшается в направлении млекопитающие ? амфибии ? рыбы ? рептилии?птицы. Уровень оптической плотности деконденсированной фракции одинаков у эктотермных, но меньше, чем у эндотермных животных. Самый высокий уровень оптической плотности деконденсированной фракции хроматина выявлен у млекопитающих. По результатам сравнительного анализа уровня оптической плотности деконденсированной фракции, значимых отличий не выявлено в группе рептилии/рыбы и амфибии/рыбы. Максимальная же разница в уровне оптической плотности де- и компактизированной фракции хроматина выявлена у амфибий и рыб (рис. 3, 4).

Площадь распределения деконденсированной фракции хроматина больше в ядрах гепатоцитов амфибий, меньше у рыб, млекопитающих и рептилий и минимальная у птиц. Конденсированная фракция локализована более компактно с убыванием от амфибий ?рептилии?рыбы?млекопитающие?птицы. Согласно площади распределения обеих форм хроматина, самая большая площадь ядра выявлена у амфибий, далее рыбы?рептилии?млекопитающие?птицы. При этом значимых отличий данного показателя не выявлено только в группе рептилии/млекопитающие, а распределение компактизированной фракции хроматина в группе млекопитающие/рыбы.

Наибольшее количество гепатоцитов в G0-G1 стадии (2n2с) выявлено у интактных рыб (рис. 3) за счет минимального количества гиподиплоидных гепатоцитов и гепатоцитов в S, G2-M – стадии клеточного цикла. Вследствие этого у данной группы животных выявляется и минимальный индекс пролиферации. Обратная тенденция выявляется у птиц и рептилий (рис. 5, 6). Тем не менее, в группе рептилий выявлено самое большое количество гиподиплоидных гепатоцитов, менее всего у млекопитающих и рыб (рис. 3, 4, 5, 6, 7). При этом наиболее высокий показатель индекса пролиферации - у птиц и рептилий. Анализ соотношения «митотической активности/количества гиподиплоидных гепатоцитов» интактных животных (G2-M/D) выявил, что в группе рептилий, рыб и амфибий количество митотически делящихся гепатоцитов меньше, чем гиподиплоидных. У птиц и у млекопитающих – обратная реакция. Соотношение «полиплоидизации/пролиферации» (S/G2-M) таково, что из гепатоцитов, находящихся в S-стадии, у рыб 10% гепатоцитов вступают в G2-M-стадию, у амфибий 19%, у рептилий – 17%, а у птиц и млекопитающих этот показатель одинаков – 13%.

Корреляционный анализ показал, что у интактных рептилий, рыб, млекопитающих и птиц площадь ядра гепатоцитов положительно сопряжена с площадью распределения деконденсированной фракции хроматина и отрицательно - с уровнем его оптической плотности. У амфибий площадь ядра значимо коррелирует только с площадью распределения деконденсированной фракции. Только в группе рыб и амфибий выявлена корреляция между средней интегральной плотностью хроматина и площадью ядра. Во всех группах были выявлены корреляции между средней интегральной и оптической плотностью хроматина (r?0,7).

После гипертермии в группе «амфибии/птицы» отмечается увеличение количества гепатоцитов в G0-G1-стадии клеточного цикла, уменьшение в S- и в G2-M-стадии и соответственно индекса пролиферации, это может быть следствием метаболической депрессии (рис. 4, 6). Группа «рыбы/рептилии/млекопитающие» наоборот, характеризуется тем, что количество гепатоцитов в G2-M-стадии у рыб уменьшается (рис. 3), а у рептилий и млекопитающих увеличивается (рис. 5, 7). У рыб и рептилий дополнительно выявлено увеличение количества гепатоцитов в S-стадии клеточного цикла.

Увеличивается количество гиподиплоидных гепатоцитов у всех групп животных, и в большей мере у птиц, в меньшей мере у рыб и рептилий. При этом в большей мере увеличивется доля пропидиумиодид-позитивных гепатоцитов, исключение составляет группа амфибий. Выявленные изменения отражаются на показателях апоптоз/некрозного соотношения: у млекопитающих происходит самое большое снижение показателя до 1,2; у рептилий и рыб соотношение также уменьшается и составляет 1,8 и 1,4 соответственно. Практически не меняется апоптоз/некрозное соотношение у птиц. Только у амфибий отмечается увеличение соотношения с 0,6 до 0,8, за счет увеличения в большей мере количества хехст-позитивных гепатоцитов. Выявленное у птиц самое большое превышение и в контроле и после перегревания доли хехст-позитивных гепатоцитов над пропидиумиоди-позитивными, по всей видимости, связано с наличием биохимических приспособлений к полету, размером генома, особенностью физиологии дыхания.

Динамика соотношения «пролиферирующие/гиподиплоидные» гепатоциты (G2-M/D) проявляется в снижении соотношения у рыб, амфибий, птиц, а у млекопитающих и рептилий соответствует контрольным показателям.